Absorción, transporte, captación celular y metabolismo de la vitamina E

Como consecuencia de su hidrofobicidad, la vitamina E necesita un sistema de transporte en los sistemas acuosos como plasma y líquidos corporales y, por tanto, se transporta en las lipoproteínas unidas a los lípidos de la dieta.(20, 21)

Teniendo en cuenta el método de recuperación fecal de a-TF radioactivo, se estima que 70% de la vitamina E es absorbida en el intestino.(22) En los humanos, los ocho isómeros de la vitamina E son absorbidos en la parte proximal del intestino(23) y este proceso es dependiente de los lípidos dietarios, la bilis y las esterasas pancreáticas.

Se emulsifica con los otros componentes lipídicos de la dieta y forma parte de las micelas mixtas que se absorben mediante difusión pasiva en el borde en cepillo de los enterocitos. Traber y col, en 2004, postularon la hipótesis que la absorción intestinal de la vitamina E puede involucrar un complejo mecanismo similar al descrito para la absorción de colesterol.(24)

La vitamina E, junto con los triglicéridos, fosfolípidos, colesterol y apoproteínas forman los quilomicrones en el aparato de Golgi de las células de la mucosa.(25,26) Los quilomicrones eventualmente se secretan al sistema linfático de donde pasan al torrente sanguíneo vía ducto torácico.(27)

Una pequeña parte de la vitamina E es captada por los tejidos extrahepáticos, principalmente tejido adiposo y muscular, durante el catabolismo de los quilomicrones por acción de la lipoproteína lipasa (LPL)(28) y la restante, la mayor parte, es transportada al hígado por los remanentes de quilomicrón.(29)

Durante la formación de los remanentes de quilomicrón, algunos componentes, entre ellos la vitamina E, son transferidos a las HDL.

En forma simultánea, parte de los ésteres de colesterol de las HDL son transferidos a los remanentes mediante la participación de la enzima de transferencia de ésteres de colesterol (CETP).(30) Granot y col, en 1988, demostraron que la CETP no interviene en la transferencia de la vitamina E.(31) Posteriormente, las HDL pueden transferir la vitamina E adquirida a las otras lipoproteínas circulantes (figura 5).(32) Los remanentes de quilomicrón que han adquirido la apoliproteína E (Apo E) de las HDL son captados por el hígado por procesos mediados por receptores.

Figura 5. Transporte de la vitamina E durante el catabolismo de quilomicrones y VLDL.

Una vez se encuentran en el hígado, los quilomicrones se hidrolizan en los lisosomas permitiendo que la vitamina E tome diferentes destinos metabólicos.

Una parte se liga a la proteína citosólica transportadora del a tocoferol (a-TTP), proteína de 32 kDa, miembro de la familia Sec14 que se expresa principalmente en el hígado. El gen que codifica para esta proteína está localizado en la región 8q13.1 del cromosoma 8.

Aun cuando el mecanismo exacto por medio del cual la a-TTP regula el tráfico intracelular y la secreción del a-TF a las VLDL no ha sido explicado por completo, parece ser que es responsable de la discriminación entre las diferentes formas de la vitamina E y la posterior incorporación del a-TF en las VLDL y por lo tanto de la regulación de los niveles plasmáticos de la vitamina.(33,34) La información disponible en la actualidad sugiere que la a-TTP posee un bolsillo que reconoce los hidroxilos libres, los tres grupos metilo del anillo cromanol y la conformación de la posición 2 de la cadena fitilo del RRR-a-TF (figura 6).

Figura 6. Estructura secundaria (diagrama de cintas) de la proteína a-TTP vista desde la hoja b. El a-TF se presenta de color amarillo. El dominio N-terminal se indica en verde y el C en azul y sus hojas beta en rojo.
(Tomada con autorización de: Min y col., 2003)

Profundizando en la estructura de la a-TTP y su interacción con la vitamina, se puede decir que el bolsillo que liga la vitamina está formado principalmente por aminoácidos hidrofóbicos, con excepción de las Ser136 y 140, y tres moléculas de agua. Una de estas moléculas conecta el hidroxilo fenólico del tocoferol mediante un puente de hidrógeno con el grupo carbonilo de la Val 182.

El grupo metilo de la posición 5 del anillo encaja cómodamente en un nicho formado por las cadenas laterales de los residuos Ile194, Val191, Ile154 y Leu183, las dos últimas, sostenidas a una distancia de 3,6A° mediante fuerzas de van der Waals. Por el otro lado, los grupos metilo en la posición 7 y 8 del anillo entran en contacto con los residuos Phe187, Phe133 y Leu137.

Así mismo, la conformación geomé- trica que toma el estereoisómero R en la posición 2 del anillo, permite que el grupo metilo penetre la cavidad formada por los residuos Phe133, Val182 e Ile179. Finalmente, la cadena lateral se dobla formando una U envolviendo los centros quirales de las posiciones 4´y 8´(35, 36) (figura 7).

Figura 7. Dibujo esquemático de las interacciones entre RRR-a-TF y los residuos del bolsillo. Los posibles puentes de hidrógeno y contactos se esquematizan con líneas punteadas y los contactos de van der Waals con arcos.
(Tomada con autorización de: Meier y col, 2003).

Posiblemente, la función de la proteína a-TTP es transportar los a-TF desde los lisosomas luego de la hidrólisis de los remanentes de quilomicrón e insertarlos en las VLDL nacientes durante su ensamblaje en el retículo endoplasmático del hígado.

No es claro aún si la proteína se vuelve parte integral de la lipoproteína naciente, pero los estudios no la han mostrado en el plasma, por lo cual lo más factible es que la a-TTP no se incorpore a la VLDL sino que simplemente libere el a-TF dentro de la capa lipídica en el momento de la conformación de la VLDL.

Esto sugiere que la proteína actúa como un transportador entre los lisosomas y el retículo endoplasmático.(37) Recientemente se demostró que el a-TPP se expresa no solo en el hígado sino también en el cerebro y placenta.(38)

Las VLDL en circulación ricas en RRR-a-TF son catabolizadas por la acción de la LPL en forma similar a como ocurre con los quilomicrones. Parhofer y col en 1991 reportaron que aproximadamente el 50% de las VLDL son parcialmente catabolizadas y retornan al hígado, mientras que las restantes son convertidas en LDL.(39) Es así como la vitamina E que se secreta con las VLDL puede tener diversos destinos:

a. Ser transferida a las HDL durante la lipólisis
b. Formar parte de las LDL resultantes del catabolismo de las VLDL
c. Retornar al hígado con los remanentes de VDL.

La vitamina E presente en las LDL puede ser posteriormente captada por los tejidos que poseen receptores de LDL.(40) Sin embargo, estudios realizados por Cohn y col en 1989 postularon que la distribución del a-TF a los diferentes tejidos es redundante debido a que los conejos Watanabe que tienen receptores LDL deficientes poseen niveles normales de esta vitamina.(41)

El transporte de la vitamina E desde los tejidos periféricos hacia el hígado no ha sido estudiado en detalle, pero parece ocurrir mediante las HDL de forma similar a como ocurre el transporte inverso del colesterol.(18)

A medida que avanza el conocimiento sobre la vitamina E, se han determinado diversos mecanismos regulatorios que controlan los niveles plasmáticos y previenen su acumulación. Hasta el momento se han descrito diferentes proteínas ligadoras del tocoferol (TBP por su nombre en inglés tocopherol binding proteins) con diversos grados de afinidad.

De todas ellas, la más estudiada ha sido la a-TTP previamente descrita, pero existen otras no menos importantes y sí menos estudiadas como la TAP (tocopherol associated protein) descrita por Stocker y col en 1999(42) y otra a la cual no se le ha asignado nombre, descrita por Dutta-Roy y col en1993.(43)

La TAP es una proteína citosólica de 46 kDa que fue originalmente descrita en hígado bovino y luego en humanos. Se expresa principalmente en hígado, cerebro y próstata. Es de resaltar que esta proteína fue renombrada en el 2001 por Shibata y col como Blotch´s supernatant protein factor (SPF); sin embargo, aun cuando se conoce que liga tocoferol, su papel al día de hoy no ha sido claramente establecido.

Se ha estudiado más su rol en la biosíntesis de colesterol, encontrándose que estimula la conversión de escualeno a epoxido de escualeno(44) En cuanto a la proteína (14.2 kDa) descrita por Dutta-Roy y col en 1993, hasta el momento solo se ha logrado secuenciación en forma parcial y no se ha descrito su función, por la cual no es claro si se trata de una nueva proteína ligadora del tocoferol o es un producto de la degradación de la a-TTP.

A diferencia de otras vitaminas liposolubles, la vitamina E no se acumula en el hígado en niveles tóxicos, lo cual permite pensar que tanto el exceso de a-TF como los otros isómeros de la vitamina se excretan en la bilis o en orina utilizando dos diferentes mecanismos:

a. Las cantidades excesivas de vitamina E que llegan al hígado en los remanentes de quilomicrón pueden tomar la vía endosoma/lisosoma siendo de esta forma eliminada en la bilis.

b. Puede ser metabolizada en el hígado a carboxietil hidroxicromano (CEHC) y sus precursores, carboximetilbutil hidroxicromano (CMBHC) para ser eliminada en la orina (figura 8).

Figura 8. Regulación hepática de la vitamina E. (Adaptada de: Kayden, 1993).

La vitamina E se metaboliza de una forma similar a los xenobióticos ya que el paso inicial para la eliminación urinaria es la oxidación a hidroxilo de uno de los metilos terminales a través de la acción de las enzimas CYP4F2 y CYP3A4 y del sistema citocromo P450.(46)

Algunos autores han denominado este paso w-oxidación por su analogía con el mecanismo que ocurre con los ácidos grasos. Posteriormente ocurre la remoción de bloques de 2 ó 3 carbonos mediante b-oxidación, seguida de la conjugación y excreción (figuras 9 y 10). (38,47,48) El metabolito CEHC es excretado en la orina previa solubilización con ácido glucorónico o sulfato. (49,50)

Figura 9. Mecanismo de degradación de la cadena lateral de los tocoferoles.
Se utiliza R tocoferol para simbolizar cualquiera de los isómeros. (Adaptada con autorización de: Birringer, 2002).

Figura 10. Mecanismo de degradación de la cadena lateral de los tocotrienoles. Se utiliza R-tocotrienol para simbolizar cualquiera de los isómeros. (Adaptada con autorización de: Birringer, 2002).

El metabolismo de los tocotrienoles es un poco más complicado que el de los tocoferoles debido a la insaturación de su cadena lateral, por lo cual, durante la segunda y cuarta vuelta de la b-oxidación se necesitan 2 enzimas auxiliares (2,4-dienoil-CoA-reductasa y 3,4-enoil-CoA isomerasa), de forma similar a como ocurre en la b-oxidación de ácidos grasos poliinsaturados.(47, 51)

Los isómeros g del TF y T3E son más activamente metabolizados a CEHCs que la forma a. (52)

Conclusión

A diferencia de las vitaminas hidrosolubles cuyo papel como coenzimas se estableció en la primera mitad del siglo XX, las liposolubles tienen una variedad de actividades fisiológicas que solo en las últimas décadas comienzan a ser dilucidadas y cuyos mecanismos de acción a nivel molecular todavía no son totalmente conocidos.

En el caso de la vitamina E, la situación es más compleja ya que existen por lo menos dos tipos de vitámeros, los tocoferoles y los tocotrienoles y, dependiendo de los sustituyentes, cada uno de ellos puede tener hasta cuatro diferentes formas.

El reconocimiento de este grupo de compuestos como vitamina, es decir, como sustancias que se requieren en cantidades muy pequeñas, que no son biosintetizadas por los mamíferos y que, por consiguiente, se deben obtener de la dieta, se debió a la observación de su papel en el proceso de gestación en la rata y la determinación de su actividad biológica se midió en términos de esta acción. Sin embargo, esta actividad no se ha documentado en el caso de los seres humanos.

Se observó que el complejo de vitamina E tenía una actividad antioxidante que actuaba sinérgicamente con la vitamina C.

Teniendo en cuenta el reconocimiento del papel de los radicales libres en procesos de envejecimiento y en ciertas enfermedades crónicas tales como la aterosclerosis, se pensó que su deficiencia podría ser un factor en el desarrollo de estas condiciones y, por consiguiente, se impulsó su uso como un complemento dietario que en cantidades del orden de 500 UI diaria podría contribuir a disminuir el riesgo de desarrollar enfermedad cardiovascular.

Existen diversos estudios con un gran número de individuos que muestran que el uso sostenido por más de un año de a-tocoferol parecería disminuir este riesgo. Sin embargo, hay otros estudios que lo ponen en tela de juicio y finalmente se ha convertido en una más de las creencias populares alimentadas por los medios masivos de información.

Si bien hoy se conocen muchos aspectos de la absorción, transporte, utilización y metabolismo de la vitamina E que, en general, se han tratado en esta revisión, quedan todavía unos grandes interrogantes que deberían ser objeto de estudio en los próximos años.

La distribución de tocoferoles es amplia encontrándose prácticamente en todos los aceites de consumo humano.

Lo mismo no es cierto acerca de los tocotrienoles que se encuentran de manera exclusiva en aceites provenientes de gramíneas y en el aceite de palma africana. Por consiguiente, no es clara la disponibilidad de los vitá- meros en la dieta de la población, ni las proporciones de uno u otro dependiendo de la disponibilidad de grasas y de las costumbres alimenticias de los diferentes grupos étnicos.

La disponibilidad de cada tipo de vitámero es importante para la salud pública, ya que los tocoferoles parecen tener solo actividad antioxidante siempre y cuando haya disponibilidad simultánea de vitamina C, pues en caso contrario pueden convertirse en prooxidantes. No sabemos si esto mismo es cierto en los tocotrienoles, cuya estructura química permite predecir una mayor actividad antioxidante que la de los tocoferoles. Por otro lado, los tocotrienoles tienen actividades que no comparten con los tocoferoles.

Entre estas sobresalen las que podrían ser antagónicas al proceso aterogé- nico tales como el incremento en la degradación de la β-hidroxi-β-metilglutaril CoA reductasa (HMG CoA reductasa) que conlleva a una disminución del colesterol circulante y la disminución en la expresión de adhesinas del endotelio de los vasos arteriales pequeños con la consiguiente disminución en el tráfico de monocitos al espacio abluminal y la disminución en la conversión a células espumosas.(53,54)

El incremento en la actividad apoptótica en células recién transformadas podría implicar un papel en la supervigilancia y control de procesos espontáneos de transformación tumoral.(55)

Estas actividades han sido objeto de gran interés durante la última década y prometen interesantes avances no solo en el conocimiento de los mecanismos moleculares de la actividad de la vitamina sino en su uso como agente para prevenir el desarrollo de, por lo menos, algunas de las patologías crónicas que afectan a la población colombiana.

Conflictos de interés:

Ninguno.

Referencias bibliográficas

• 1. Burton GW. Ingold KU. Vitamin E: application of the principles of physical organic chemistry to the exploration of its structure and function. Acc Chem Res 1986; 19: 194-201.
• 2. Evans HM. Bishop KS. On the existence of a hitherto unrecognized dietary factor essential for reproduction. Science 1922; 56: 650-1.
• 3. Evans HM, Emerson OH, Emerson GA. The isolation from wheat germ oil of an alcohol, a-tocopherol, having the properties of vitamin E. J Biol Chem 1936; 113: 319-32.
• 4. Emerson OH, Emerson GA, Mohammad A, Evans HM. The chemistry of vitamin E, tocopherols from various sources. J Biol Chem 1937; 122: 99-107.
• 5. Stern MH, Robeson CD, Weisler LD, Baxter JG. d-tocopherol. I. Isolation from soybean oil and properties. J Am Chem Soc 1947; 69: 869-74.
• 6. Pennock JF, Hemming FW, Kerr JD. A reassessment of tocopherol in chemistry. Biochem Biophys Res Commun 1964; 17(5): 542-8.
• 7. Azzi A, Stocker A. Vitamin E: non-antioxidant roles. Prog Lipid Res 2000; 39: 231-55.
• 8. IUPAC-IUB Joint Commission on Biochemical Nomenclature (1982) Nomenclature of tocopherol and related compounds. Recommendations 1981. https://www.chem.qmw.ac.uk/ iupac/misc/noGreek/toc.html.
• 9. Nelis HJ, D´Haese E, Vermis K. Vitamin E. In: Leenheer AP, Lambert WE, Van Bocxlaer JF. Modern chromatographic analysis of vitamins. New York: Marcel Dekker Inc. 2000, p. 143-228.
• 10. Weiser H, Vecchi M. Stereoisomers of alpha-tocopheryl acetate. II. Biopotencies of all eight stereoisomers, individually or in mixtures, as determined by rat resorption-gestation tests. Int J Vitam Nutr Res. 1982; 52(3): 351-70.
• 11. Wang X, Quinn PJ. Vitamin E and its function in membranes. Prog Lipid Res 1999; 38: 309-36.
• 12. Sokol RJ, Guggenheim M, Lannaccone ST, Barkahaus PE, Miller C, Silverman A, Balistreri WF, Ilcubi JE. Improved neurological function after long-term correction of vitamin E deficiency in children with chronic cholestasis. N Engl J Med 1985; 313: 1580-6.
• 13. Sokol RJ, Kayden HJ, Bettis DB, Traber MG, Neville H, Ringel S, Wilson WB, Stumpf DA. Isolated vitamin E deficiency in the absence of fat malabsorption – familial and sporadic cases: Characterization and investigation of causes. J Lab Clin Med 1988; 111: 518-59.
• 14. Schuelke M, Mayatepek F, Inter M, Beckerf M, Pfeiffer F, Speer A, Hubner C, Finckh B. Treatment of ataxia in isolated vitamin E deficiency caused by alpha-tocopherol transfer protein deficiency. J Pediatr 1999; 134(2): 240-4.
• 15. Weimann BJ, Weiser H. Functions of vitamin E in reproduction and in prostacyclin and immunoglobulin synthesis in rats. Am J Clin Nutr 1991; 53: 1056S-60S.
• 16. Sheppard AJ, Pennington JA, Weihrauch JL. Analysis and distribution of vitamin E in vegetables oils and foods. In Packer L. and Fuchs J. Vitamin E Health and Disease. New York: Marcel Dekker, Inc. 1993. p. 9-31.
• 17. Bunyan J, McHale D, Green J, Marcinkiewicz S. Biological potencies of e and z1 –tocopherol and 5-methyltocol. Br J Nutr 1961; 15: 253-7.
• 18. Herrera E, Barbas C. Vitamin E: action, metabolism and perspectives. J Physiol Biochem 2001; 57(1): 43-56.
• 19. Weiser H, Vecchi M. Stereoisomers of alpha-tocopheryl acetate–characterization of the samples by physico-chemical methods and determination of biological activities in the rat resorption-gestation test. Int J Vitam Nutr Res 1981; 51(2): 100-13.
• 20. Lewis LA, Quaife ML, Page IH. Lipoproteins of serum, carriers of tocopherol. Am J Physiol 1954; 178: 221-2.
• 21. Fairus S, Nor RM, Sundram K. Posprandial metabolic fate of tocotrienol-rich vitamin E differs significantly from that of a-tocopherol. Am J Clin Nutr 2006; 84: 835-42.
• 22. Kelleher J, Losowsky MS. The absorption of s-tocopherol in man. Br J Nutr 1970; 24: 1033-47.
• 23. Ikeda I, Imasato Y, Sasaki E, Sugano M. Lymphatic transport of a-, g- and d-tocotrienols and α-tocopherol in rats. Int J Vitam Nutr Res 1996; 66: 217-21.
• 24. Traber MG. The ABC of vitamin E and beta-carotene absorption. Am J Clin Nutr 2004; 80: 3-4.
• 25. Traber MG, Sies H. Vitamin E in humans: demand and delivery. Annu Rev Nutr 1996; 16: 321-47.
• 26. Brigelius-Flohe R, Traber MG. Vitamin E: function and metabolism. FASEB 1999; 13: 1145-55.
• 27. Hollander D, Rim E, Muralidhara KS. Mechanism and site of small intestinal absorption of a-tocopherol in the rat. Gastroenterology 1975; 68(6): 1492-9.
• 28. Abe C, Ikeda S, Uchida T, Yamashita K, Ichikawa T. Triton WR1339, an inhibitor of Lipoprotein Lipase, decreases vitamin E concentration in some tissues of rats by inhibiting its transport to liver. J. Nutr 2007; 137: 345-50.
• 29. Traber MG, Olivecrona T, Kayden HJ. Bovine milk lipoprotein lipase transfers tocopherol to human fibroblasts during triglyceride hydrolysis in vitro. J Clin Invest 1985; 75: 1729- 34.
• 30. Morton RE, Zilversmit DB. Inter-relationship of lipids transferred by the lipid-transfer protein isolated from human lipoprotein-deficient plasma. J Biol Chem 1983; 258: 11751-7.
• 31. Granot E, Tamir I, Deckelbaum RJ. Neutral lipid transfer protein does not regulate a-tocopherol transfer between human plasma lipoproteins. Lipids 1988; 23: 17-21.
• 32. Traber MG, Lane JC, Lagmay N, Kayden HJ. Studies on the transfer of tocopherol between lipoproteins. Lipids 1992; 27: 657-63.
• 33. Kaempf-Rotzoll DE, Traber MG, Arai H. Vitamin E and transfer proteins. Curr Opin Lipidol 2003; 14: 249-54.
• 34. Rigotti A. Absorption, transport, and tissue delivery of vitamin E. Mol Asp of Med 2007; 28: 423-36.
• 35. Meier R, Tomizaki T, Schulzen-Briese C, Baumann U, Stocker A. The molecular basis of vitamin retention: structure of human a-tocopherol transfer protein. J. Mol. Biol. 2003; 331: 725-34.
• 36. Min KC, Kovall RA, Hendrickson WA. Crystal structure of human alpha-tocopherol transfer protein bound to its ligand: implications for ataxia with vitamin E deficiency. Proc Natl Acad Sci 2003; 100(25): 14713-8.
• 37. Traber MG, Burton GW, Hughes L, Ingold KU, et al. Discrimination between forms of vitamin E by humans without genetic abnormalities of lipoprotein metabolism. J Lipid Res 1992; 33: 1171-82.
• 38. Hacquebard M, Carpentier YA. Vitamin E: absorption, plasma transport and cell uptake. Curr Opin Clin Nutr Met Care 2005; 8: 133-8.
• 39. Parhofer KG, Hugh P, Barrett R, Bier DM, Schonfeld G. Determination of kinetic parameters of apolipoprotein B metabolism using amino acids labeled with stable isotopes. J Lipid Res 1991; 32: 1311.
• 40. Traber MG, Kayden HJ. Vitamin E is delivered to cells via the high affinity receptor for low density lipoprotein. Am J Clin Nutr 1984; 40: 747-51.
• 41. Cohn W, Kuhn H. The role of the low density lipoprotein receptor for a-tocopherol delivery to tissues. Ann NY Acad Sci 1989; 570: 61-71.
• 42. Stocker A, Zimmer S, Spycher SE, Azzi A. Identification of a novel cytosolic tocopherol-binding protein: structure, specificity, and tissue distribution. IUBMB Life 1999; 48(1): 49-55.
• 43. Dutta-Roy AK, Leishman D, Gordon MJ, Campbell FM, Duthie GG. Identification of a low molecular mass (14.2 kDa) alpha-tocopherol-binding protein in the cytosol of rat liver and heart. Biochem Biophys Res Commun  1993; 196(3): 1108-12.
• 44. Porter TD. Supernatant protein factor and tocopherol-associated protein: an unexpected link between cholesterol synthesis and vitamin E. J Nut Biochem 2003; 14(1): 3-6.
• 45. Kayden HJ, Traber M. Absorption, lipoprotein transport, and regulation of plasma concentrations of vitamin E In humans. J Lipid Res 1993; 34: 343-58.
• 46. Sontag TJ, Parker RS. Cytochrome P450 omega-hydroxylase pathway of tocopherol catabolism: a novel mechanism of regulation of vitamin E status. J Biol Chem 2002; 277: 25290-6.
• 47. Birringer M, Pfluger P, Kluth D, Landes N, Brigelius-Flohé R. Identities and differences in the metabolism of tocotrienols and tocopherols in HepG2 Cells. J. Nutr 2002; 132: 3113-8.
• 48. Zhou C, Tabb MM, Sadatrafiei A, Grün F, Blumberg B. Tocotrienols activate the steroid and xenobiotic receptor, SXR and selectively regulate expression of its target genes. Drug Met Disposition 2004; 32(10): 1075-82.
• 49. Frank J. Dietary phenolic compounds and vitamin E bioavailability – Model studies in rats and humans. Doctoral dissertation, Sweedish University of Agricultural Sciences 2004. https://diss-epsilon.slu.se/archive/00000558/
• 50. Freiser H, Jiang Q. g-Tocotrienol and g-Tocopherol Are Primarily Metabolized to Conjugated 2-(β-carboxyethyl)-6- Hydroxy-2,7,8-Trimethylchroman and Sulfated Long-Chain Carboxychromanols in Rats. J Nutr 2009; 139(5): 884-9.
• 51. Lodge JK, Ridlington J, Leonard S. Value H and Traber MG. aand g-tocotrienols are metabolized to carboxy-ethyl-hydroxychroman derivates and excreted in human urine. Lipids 2001; 36: 43-8.
• 52. Traber MG. Vitamin E regulation. Curr Opin Gastroenterol 2005; 21: 223-7.
• 53. Sylvester PW, Theriault A. Role of tocotrienols in the prevention of cardiovascular disease and breast cancer. Cur Top Nutra Res. 2003; 1: 121-36.
• 54. Das S, Lekli I, Das M, Szabo G, Varadi J, Juhasz B, et al. Cardioprotection with palm oil tocotrienols: comparison of different isomers. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2008; 294: H970-8.
• 55. Ju J, Picinich SC, Yang Z, Zhao Y, Suh N, Kong8 A,Yang CS. Cancer preventive activities of tocopherols and tocotrienols. Carcinogenesis 2010; 3: 533-42.