Caracterización de Staphylococcus Aureus aislados del Personal de Salud: Discusión

La prevalencia e incidencia de portadores de S. aureus a nivel mundial, varía de acuerdo a la población estudiada. Aproximadamente, el 80% de las personas sanas son portadoras de S. aureus, siendo la mayoría, portadores intermitentes, entre los que se destacan los portadores nasales que hacen parte del personal de la salud (16-18).

En nuestro estudio encontramos que el 30, 1% del personal de salud evaluado estuvo colonizado por S. aureus. La diseminación de esta bacteria a partir del personal de salud, ha sido el enfoque de numerosas investigaciones que buscan mejorar la calidad de vida de los pacientes. (18, 29). En el caso de los trabajadores del hospital, encontramos una colonización del 17,7%, aunque este valor es mayor que el reportado en estudios de Medellín (6,7%) (30) y del Ecuador (12%) (31), resulta ser más bajo que los reportados en un hospital de Santander en el año 2011 con el 72% de personal colonizado (32) y en médicos de los Estados Unidos con un 23,6% de prevalencia (33).

Análisis Fenotípico de los Aislados de S. aureus.

La detección fenotípica de los aislados de SARM se basó en la resistencia simultánea a los antibióticos oxacilina y cefoxitina en las pruebas de sensibilidad a los antibióticos. Datta et al, 2011 (34), evaluaron varios métodos fenotípicos para detectar los SARM y encontraron que la prueba con el disco de cefoxitina tuvo una sensibilidad del 98,5% y una especificidad del 100% comparado con la sensibilidad obtenida con los discos de oxacilina (91,4% y 99,2%, respectivamente). En nuestro estudio, todos los aislados SARM presentaron el gen mecA; sin embargo, en un aislado con resistencia a cefoxitina y sensibilidad intermedia a oxacilina, y en otro, con sensibilidad a cefoxitina y resistencia a oxacilina se detectó este gen, para una sensibilidad a estos dos antibióticos del 88, 9%.

Los datos de sensibilidad intermedia a oxacilina deben tomarse con precaución, porque puede indicar un probable mecanismo de resistencia en desarrollando. Resultados similares fueron reportados por Tokue y col, 1992 (27), quienes encontraron la presencia del gen mecA en seis muestras de S. aureus con sensibilidad intermedia a oxacilina.

En los estudios de prevalencia de los aislados SARM, se estima que el porcentaje de colonización en el personal de salud varía del 1% al 12% (20), con valores considerados bajos como los reportados en hospitales del Ecuador (1%) (31), intermedios como los reportados en los Estados Unidos (6%) (33) y Chile (5.2%) (35) a valores altos como los registrados en la India con un 35% (36).

La prevalencia del 10,8% de SARM en los trabajadores, se ubica en un valor intermedio, con una valor cercano (11,6%) al registrado en el hospital de Santander (32). Además, no encontramos relación con el cargo desempeñado por el profesional de la salud, en concordancia con lo encontrado en otros estudios (32, 33, 37).

Sin embargo, en los estudiantes de medicina, los aislados SARM y SASM se detectaron con un valor alto de colonización (33,8%), esto indica que los estudiantes de medicina deben ser tenidos en cuenta en los programas de control de la infección hospitalaria. Datos muy cercanos de prevalencia en los estudiantes del área de la salud fueron encontrados en otros estudios realizados en Colombia (38, 39), Estados Unidos (33, 37), países de Latinoamérica (40, 41), Europa (42, 43) y Asia (44,45).

Aunque no encontramos relación entre el tiempo que permanecen los estudiantes en prácticas clínicas en las salas del hospital y la colonización por los aislados SARM y SASM, un estudio realizado en España (42) , si encontró un aumento en la colonización por SASM de forma significativa entre los estudiantes de medicina durante su estancia en el hospital. Sería necesario realizar un estudio que involucre a los estudiantes que rotan en otras salas del hospital.

Los siete aislados SARM no sólo presentaron resistencia a los antibióticos β-lactámicos, también se determinó que son resistentes a clindamicina, tetraciclina, ciprofloxacina, gentamicina, trimetroprim-sulfametaxol, incluso, algunos de estos aislados presentaron sensibilidad disminuida a vancomicina. Cinco de estos aislados que se encontraron en el grupo de los estudiantes, presentaron resistencia a todos los antibióticos evaluados, lo cual es compactible con fenotipo nosocomial (SARM-AH) (21). Estos aislados no se detectaron en los estudiantes de tercer año, por lo que la formación sobre higiene de manos debería impartirse antes de que los estudiantes inicien sus prácticas en el hospital.

De otra parte, los aislados SARM presentes en el grupo de trabajadores del hospital presentaron sensibilidad a los antibióticos β-lactámicos cefalexina e imipenem, vancomicina, eritromicina y trimetroprim-sulfametoxazol, pero resistencia a clindamicina, fluoroquinolonas, y tetraciclina, lo que hace compactibles con un fenotipo sugerente de SARM-AC (46). Es importante tener en cuenta, la detección de Staphylococcus coagulasa negativos en nuestro grupo de estudio, porque representa un reservorio para la transferencia horizontal de genes, concretamente el gen mecA, a S. aureus, lo que favorecería el mantenimiento de cepas SARM en el personal colonizado que labora en el hospital.

Los aislados multirresistentes, también se determinó en los SASM que colonizan los profesionales de la salud y los estudiantes en práctica. Varios de estos aislados, pueden estar evolucionado en respuesta a presiones selectivas ejercidas en la microflora residente en los pacientes y en el personal de salud. Estos aislados presentan sensibilidad variable a clindamicina, fluoroquinolonas, trimetroprim-sulfametoazol y aminoglicósidos y resistencia a los antibióticos β-lactámicos principalmente, penicilina, cefalexina y cefoxitina, lo que los hacen compactible con un fenotipo de origen comunitario (13).

Análisis Moleculares de los aislados de S. aureus

Los cinco aislados SARM que se encontraron colonizando a los estudiantes, se ubicaron en el grupo agr II y se consideran compactibles con un origen hospitalario (22, 47, 48). Estos aislados sólo estuvieron presentes en los estudiantes de cuarto año en adelante, lo que refuerza la idea que la higiene de manos y las medidas de contención están fallando en el grupo de estudiantes que encuentran en prácticas clínicas.

Por otra parte, los 16 aislados SASM se ubicaron en el grupo agr III y se relacionan con un origen comunitario. Estos aislados se han encontrado también en aislados SARM-AC y de pacientes con el síndrome del choque tóxico (47).

El mayor número de aislados (65,5%) se ubicaron en el grupo agr I, estos resultados son concordantes con los obtenidos en otros estudios, donde determinan que es el grupo más abundante (22, 47, 48). En estos aislados se encontró dos SARM y dos con el gen MecA, todos presentes en los trabajadores del hospital.

Otro aspecto importante es la prevalencia de cepas SARM con sensibilidad disminuida a vancomicina (h-VISA), la cual varía mucho según las distintas publicaciones, pasando del 0% a más del 50% (5, 28). En nuestro estudio se detectó que un 38,5% de los aislados SARM y SASM eran h-VISA. De acuerdo a los resultados obtenidos por el grupo de Aguilar et al (50), sólo un 10% de los aislados SARM presentan h-VISA. Moise-broder et al (49) mostró que el grupo agr II en los asilados SARM predice el fracaso de la terapia de vancomicina, lo que explicaría al sensibilidad disminuida a vancomicina detectada en nuestros aislados

Sin embrago, la determinación de aislados h-VISA requiere técnicas y condiciones que no se realizan en la práctica diaria de los laboratorios de microbiología. En nuestro caso, la amplificación específica por PCR no detectó el gen vanA, que es el principal marcador que le confiere resistencia a vancomicina en S. aureus. Por lo que la evaluación de sensibilidad a vancomicina por el antibiograma que empleamos no fue el adecuado, en este caso los protocolos recomiendan emplear el método de dilución para determinar el CIM y confirmar la resistencia a nivel fenotípico.

Conclusiones

Se evidenció la colonización en el personal de salud que rota en las salas de recuperación y UCIN con aislados SARM y SASM multirresistente a los antibióticos, principalmente a los β-lactámicos, fluoroquinolonas, aminoglicósidos y macrólidos.

El uso inadecuado de barreras de protección, la asepsia deficiente, por parte del personal e incluso el mal uso de antibióticos en cuanto a dosis o tiempo de duración, hacen que el paciente atendido por personal colonizado tenga un riesgo mayor de sufrir infecciones por el S. aureus asociado a la comunidad o el de origen intrahospitalario.

Se evidenció además que los estudiantes de tercer año, fueron el único grupo que presenta el menor número de aislados resistentes a los antibióticos, carecen de SARM y agr II asociado al hospital. Lo que indica que se debe realizar énfasis en la educación de adopción de medidas preventivas en el primer año, pero continuar reforzando y controlando estas medidas en los años posteriores.

Los estudiantes de IV a VI año presentan aislados con los grupos agr II y III y los trabajadores del hospital con aislados de los grupos agr I y III, lo que indica una falla en la aplicación de las medidas de contención.

Se recomienda realizar actividades de educación a los estudiantes de los primeros años a través de una guía de actuación para medidas de prevención y un protocolo con normas de seguimiento obligatorio para los estudiantes y el personal del hospital.

Agradecimientos.

El grupo de investigación en Genética, Fisiología y Metabolismo (GEFME) agradece el apoyo al cuerpo científico y administrativo del Hospital San Juan de Dios por facilitar realizar el estudio y al director del Programa de Medicina Louis Woolley por el apoyo logístico.

Financiación: El apoyo financiero para la realización de este estudio fue dado por la Dirección General de Investigaciones (DGI) de la Universidad Santiago de Cali.

Conflictos de interés: Ninguno declarado.

Referencias

1. Lorette G, Beaulieu P, Allaert FA, Mahmoudi A, Jarlier V. Superficial community-acquired skin infections: prevalence of bacteria and antibiotic susceptibility in France. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2009; 23:1423–1426.
2. Wertheim HF, Vos MC, Ott A. Risk and outcome of nosocomial Staphylococcus aureus bacteremia in nasal carriers versus non-carriers. Lancet 2004; 364: 703–05.
3. Cabrera CE, Gómez RF, Zuñiga AE, Corral RH, López B, Chavez M. Epidemiology of nosocomial bacteria resistant to antimicrobials. Colomb Med. 2011; 42(2): 117-125.
4. Nimmo G, Bell J, Mitchell D, Gosbell I, Pearman J. Antimicrobial resistance in Staphylococcus aureus in Australian teaching hospitals, 1989-1999. Microb Drug Resist 2003; 9: 155-160.
5. Arias CA, Reyes J, Zúñiga M, Cortés L, Cruz C, Rico L, et al. Multicentre surveillance of antimicrobial resistance in enterococci and staphylococci from Colombian hospitals, 2001–2002. J Antimicrob Chemothe. 2003; 51: 59–68.
6. Cosgrove, SE. Comparison of mortality associated with methicillin-resistant and methicillin-susceptible Staphylococcus aureus bacteremia: a meta-analysis. Clin Infect Dis. 2003; 36: 53–9.
7. Assimacopoulos AP, Strandberg KL, Rotschafer JH, P Schlievert M. Extreme pyrexia and rapid death due to Staphylococcus aureus infection: analysis of 2 cases. Clin. Infect Dis. 2009; 48:612–614.
8. Febrero-Peray P, Sotto A, Defez C, Cazaban M, Molinari L, Pinède M, et al. Mortality attributable to nosocomial infection: a cohort of patients with and without nosocomial infection in a French university hospital. Infect Control Hosp Epidemiol 2007; 28: 265-72.
9. Wakefield DS, Helms CM, Massanari RM, Mori M, Pfaller M. Cost of nosocomial infection: relative contributions of laboratory, antibiotic, and per diem cost in serious Staphylococcus aureus infections. Amer J Infect Control. 1988; 16:185–19.
10. Al-Rawahi GN, Reynolds S, Porter SD, Forrester L, Kishi L, Chong T. et al. Community-associated CMRSA-10 (USA300) is the predominant strain among methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains causing skin and soft tissue infections in patients presenting to the emergency department of a Canadian tertiary care hospital. J Emerg Med. 2010; 38:6–11.
11. Broseta A, Chaves F, Rojo P, Otero J. Emergencia de un clon de Staphylococcus aureus resistente a meticilina de origen comunitario en la población pediátrica del sur de Madrid. Enferm Infecc Microbiol Clin 2006; 24: 31-5
12. Kaplan S, Hulten K, Gonzalez B, Hammerman W, Lamberth L, et al. Three year surveillance of community acquired Staphylococcus aureus infections in children. Clin Infect Dis 2005; 40 (12): 1785-1791.
13. Martínez-Aguilar G, Avalos-Mishaan A, Hulten K, Hammerman W. Community-acquired, methicillin-resistant and methicillin-susceptible Staphylococcus aureus musculoskeletal infections in children. Pediatr Infect Dis J 2004; 23: 701-6.
14. Alvarez CA, Barrientes OJ, Leal AL, Contreras GA, Barrero L, Rincon S, et al. Community associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus, Colombia. Emerg Infect Dis. 2006; 12(12):2000-1.
15. Harshey RM. Bacterial motility on a surface: many ways to a common goal. Annu Rev Microbiol. 2003; 57:249–273.
16. Cosgrove SE, Perl TM. Staphylococcus aureus colonization among healthcare workers at a tertiary care hospital. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 2007; 28:1404–1407.
17. Kumar P, Shukla I, Varshney S. Nasal screening of healthcare workers for nasal carriage of coagulase positive MRSA and prevalence of nasal colonization with Staphylococcus aureus. Biol Med. 2011; 3(2):182–186.
18. Eveillard M, Martin Y. Carriage of methicillin-resistant Staphylococcus aureus among hospital employees: prevalence, duration, and transmission to households. Infect Control Hosp Epidemiol. 2004; 25 (2):114-20.
19. Alfaro C, Mascher-Denen M, Fergie J, Purcell K. Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus aureus nasal carriage in patients admitted to Driscoll Children’s Hospital. Pediatr Infect Dis J. 2006; 25:459– 461.
20. Charlebois ED, Perdreau-Remington F, Kreiswirth B, Bangsberg DR, Ciccarone D, Diep BA, et al. Origins of community strains of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Clin Infect Dis. 2004; 39:47–54.
21. Labarca LJ. Utilización del antibiotipo como marcador epidemiológico en infecciones intrahospitalarias: Comparación con la epidemiología molecular. Rev Chil Infect. 2002; 19 (Supl. 2): S 157-60
22. Azimian A, Najar-pirayeh S, Mirab-Samiee S, Naderi M. Occurrence of Methicillin Resistant Staphylococcus Aureus (MRSA) Among Clinical samples In Tehran-Iran And Its Correlation With Polymorphism Of Specific Accessory Gene Regulator (Agr) Groups. Braz J Microbiol. 2012; 43(2):779-785.
23. Koreen L, Ramaswamy SV, Graviss E.A, Naidich S, Musser JM, Kreiswirth BN. Spa typing method for discriminating among Staphylococcus aureus isolates: implications for use of a single marker to detect genetic micro- and macrovariation. J Clin Microbiol. 2004; 42:792–799.
24. Escobar J, Moreno J, Díaz P, Castro B, Leal A, Vanegas N. Caracterización molecular de Staphylococcus aureus resistente a meticilina adquirido en la comunidad (SARM–AC) en Colombia. Infectio. 2008; 12: 72-74
25. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing: Twenty-third Informational Supplement. 2013; M100-S23. CLSI, Wayne, PA, USA.
26. Cheng H R, Jiang N. Extremely rapid extraction of DNA from bacteria and yeasts. Biotech Lett. 2006; 28: 55–59.
27. Tokue Y, Shoji S, Satoh K, Watanabe A, Motomiya M. Comparison of a Polymerase Chain Reaction Assay and a Conventional Microbiological Method for Detection of Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus. Antimicrob. Agents Chemother, Japan.1992; 36 (1):6-9.
28. Finks J, Wells E, Dyke TL, Husain N, Plizga L, Heddurshetti R, et al. Vancomycin-resistant Staphylococcus aureus. Emerg Infect Dis 2009; 15: 943-5.
29. Saxena AK, Panhotra BR, Venkateshappa CK, Sundaram DS, Naguib M, Uzzaman W, Al Mulhim K. The impact of nasal carriage of methicillin-resistant and methicillin-susceptible Staphylococcus aureus (MRSA & MSSA) on vascular access-related septicemia among patients with type-II diabetes on dialysis. Ren Fail 2002; 24(6):763-77.
30. Londoño J, Ortíz G, Gaviria AM. Prevalencia de Staphylococcus aureus resistente a meticilina en personal de la unidad de terapia intensiva de la clínica universitaria bolivariana, Medellín 2004. Infectio. 2006; 10(3): 160-166.
31. Cimera D, Pérez F. Prevalencia de portadores nasales asintomáticos de Staphylococcus aureus meticilino-resistente y su relación con factores de riesgo y protectores en el personal de salud del Hospital General de las Fuerzas Armadas. Rev Mex Patol Clin, 2010; 57 (4): 196-204.
32. Espinosa CT, Romero MK, Rincón G, Jácome M, Arámbula de Obregón AL. Portadores nasales de Staphylococcus aureus en personal que labora en un Hospital de Santander. Salud UIS 2011; 43 (2): 111-117
33. Cesur S, Cokça F. Nasal carriage of methicillin-resistant Staphylococcus aureus among hospital staff and outpatients. Infect Control Hosp Epidemiol. 2004; 25(2):169-71.
34. Datta P, Gulati N, Singla N, Vasdeva HR, Bala K, Chander J. Evaluation of various methods for the detection of meticillin-resistant Staphylococcus aureus strains and susceptibility patterns, J Med Microbiol. 2011; 60:1613–1616.
35. Mendoza C, Barrientos C, Panizza V, Concha B, Romero P, Barahona C, etal. Prevención de la infección intrahospitalaria por Staphylococcus aureus resistente a meticilina mediante el manejo de portadores. Rev Chil Infect. 200; 17(2): 129-134
36. Mathanraj S, Sujatha S, Sivasangeetha K, Parija SC. Screening for methicillin-resistant Staphylococcus aureus carriers among patients and health care workers of a tertiary care hospital in south india. Ind J Med Microb. 2009; 27(1): 62-4
37. Ibarra M, Flatt T, Van Maele D, Ahmed A, Fergie J, Purcell K. Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus aureus nasal carriage in healthcare workers. Pediatr Infect Dis J. 2008; 27(12):1109-11
38. Gaona MA. Variación del estado de portador de Staphylococcus aureus en una población de estudiantes de medicina. Rev Cienc Salud. 2009; 7 (1): 37-46.
39. Castro OR, et al. Presencia de Staphylococcus aureus resistente a meticilina en fosas nasales en estudiantes de quinto semestre del programa de bacteriología de la Corporación Universitaria Rafael Nuñez. Cienc Sal. 2009; 1 (1): 2-7.
40. Ortega C. Estudio de portación nasal de Staphylococcus aureus en estudiantes de medicina de la Universidad de Santiago De Chile. Clín Cienc. 2009; 1(1):10-14
41. Requena M, De Passos A, Rondón R, Tedesco A, Padrón D, Pérez y J. Mata. Staphylococcus aureus: Portadores nasales en estudiantes de enfermería. Escuela de Ciencias de la Salud. Universidad de Oriente – Edo. Bolivar. Sociedad Venezolana de Microbiología. Capítulo Sucre XXIX Jornadas Venezolanas de Microbiología “Dr. Vidal Rodríguez Lemoine” Cumaná del 9 al 11 de Noviembre de 2005.
42. Rodríguez-Avial C, Álvarez-Novoa, Losaa A, Picazoa J. Aumento significativo de la colonización por Staphylococcus aureus entre los estudiantes de medicina durante la realización de las prácticas en el hospital. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2012; 31(8):516-519.
43. López-Aguilera S, Goñi-Yestea MM, Barradoa L, González-Rodríguez-Salinas M C, Otero JR, Chaves F. Colonización nasal por Staphylococcus aureus en estudiantes de medicina: importancia en la transmisión hospitalaria. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2012; 31(8):500-505
44. Vasanthakumari N, Alshrari ASD, Rad EG, Moghaddam HG, Belkum A, Alreshidi MA, et al. Highly dynamic transient colonization by Staphylococcus aureus in healthy Malaysian students. J Med Microb. 2009; 58(11):1531-1532
45. Shakya B, Shrestha S, Mitra T. Nasal carriage rate of methicillin resistant Staphylococcus aureus among at National Medical College Teaching Hospital, Birgunj, Nepal. Nepal Med Coll J. 2010;12 (1):26-9
46. Monnet DL, MacKenzie FM, Lopez-Lozano JM. Antimicobial drug use and methicillin-resistant Staphylococcus aureus, Aberdeen, 1996–2000. Emerg Infect Dis 2004; 10: 1432–41
47. Jarraud S, Mougel C, Thioulous J, Lina G, Meugnier H, Forey F, et al. Relation between Staphylococcus aureus genetic background, virulence factors, agr group (alleles) and human diseases. Infect Immun. 2002; 70:631-641.
48. Moise-broder PA, Sakulas J, Eliopoulos GM, Schentag JJ, Forrest A, Moellering RC. Accessory gene regulator group II polymorphism in Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus is predictive of failure of vancomycin therapy. Clin Infect Dis. 2004; 38:1700-1705.
49. Naimi TS, LeDell KH, Boxrud DM. Epidemiology and clonality of community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus in Minnesota, 1996–1998. Clin Infect Dis 2001; 33:990–996.
50. Aguilar L, Giménez M, Barberán J. Heterorresistencia y tolerancia a glucopéptidos en aislados grampositivos en el hospital: ¿fenómenos “invisibles” para el clínico con posible traducción clínica?. Rev Esp Quimioter. 2009; 22(4): 173-179.

Recibido: Diciembre 10, 2013 Aceptado: Febrero 20, 2014
Correspondencia: Dra. Mónica Chávez. Facultad de Salud, Universidad Santiago de Cali. Investigador Grupo de investigación GEFME. Dirección. Carrera 47A No.10-65. monikchavez@gmail.com