Guía para la toma de Hemocultivos

María del Pilar Cuervo Polanco*, Clara Luz Rico Villegas**

Revisores
Juan Manuel Gómez, MD. Infectólogo Fundación Santa Fe de Bogotá
Sandra Beltrán, MD. Infectóloga Fundación Santa Fe de Bogotá Nohora Villegas de Merino, MD. Jefe del Departamento de Patología y Laboratorios. Fundación Santa Fe de Bogotá

Propósitos Generales

Esta guía está diseñada para proporcionar recomendaciones generales basadas en la evidencia y evitar falsos positivos en la toma de hemocultivos que puedan comprometer los resultados y por ende el tratamiento del paciente.

Las recomendaciones están categorizadas de acuerdo con la evidencia existente, racionalización teórica, aplicabilidad e impacto económico, de acuerdo con el planteamiento realizado por el Center for Disease Control (CDC) de Atlanta.

Categoría IA. Fuertemente recomendada por hospitales y soportada por estudios experimentales y epidemiológicamente bien diseñados.

Categoría IB. Fuertemente recomendada por hospitales y aceptada como efectiva por expertos y por el consenso del Hospital Infection Control Practice Advisory

Committee (HICPAC), basada en evidencia sugestiva y racional, aun cuando no se han realizado estudios científicos.

Categoría II. Su implementación ha sido sugerida por muchos hospitales. Las recomendaciones pueden ser respaldadas por estudios epidemiológicos o clínicos, un fuerte racionamiento teórico, o estudios definitivos aplicables a algunos, pero no a todos los hospitales.

Sin recomendación. No existe evidencia ni consenso suficientes.

Introducción

La invasión de microorganismos en la sangre conlleva un considerable aumento de la morbi-mortalidad, representando así mismo una de las más severas causas de infección.
Los hemocultivos han llegado a considerarse un elemento importante para el diagnóstico de las bacteremias.

El problema es de considerable magnitud, cerca de 200.000 pacientes desarrollan bacteremia o fungemia anualmente en los Estados Unidos lo que se asocia con mortalidad en 20-50% de los casos. Muchos de estos episodios son nosocomiales y en algunas instituciones representan la mayoría de los casos; así mismo el aumento de la resistencia bacteriana está asociado con una gran morbilidad de los episodios adquiridos en la comunidad.(1)

La invasión de microorganismos ocurre por uno de dos mecanismos: drenaje desde un foco primario de la vía linfática al sistema vascular o directamente por el uso de agujas o materiales intravasculares contaminados (catéteres u otros dispositivos). Posteriormente el sistema inmune responde prontamente mediante los fagocitos y macrófagos que limpian el torrente sanguíneo en minutos u horas o por medio de los anticuerpos específicos contra el germen.(1)

La presencia de microorganismos en sangre puede representar una falla en el sistema de defensa del huésped para controlar la infección en su sitio original o la imposibilidad del médico para erradicar, drenar o remover el foco infeccioso.(2)

Los hemocultivos falsos positivos son muy frecuentes; por lo general, esto sucede porque la zona donde se toma la muestra está contaminada por la flora cutánea normal.(3)

Definición

El hemocultivo es un medio diagnóstico que se realiza para la detección e identificación de microorganismos en la sangre utilizando el examen directo y cultivo, y definir los patrones de susceptibilidad de las bacterias por medio del antibiograma.(1,4-5)

Recomendaciones

Generales

• Se requiere personal altamente calificado, utilización de técnica aséptica estricta e instrucciones detalladas para su manejo, además de políticas institucionales que garanticen las medidas para prevenir las infecciones.(6-13) Categoría IA

• Obtener la muestra antes de iniciar la terapia antimicrobiana

• Tomar 2 ó 3 muestras en episodios sépticos (14-16)

• Evitar la contaminación externa

• Obtener la muestra en cantidad suficiente (8-10 mL por botella en adultos y de 1-3 mL en pacientes pediátricos)(1,4,5,17,18)

• Identificar los frascos con el nombre del paciente, inmediatamente antes de la toma de la muestra.(3,17)

• Enviar rápidamente el material en recipiente bien sellado al laboratorio. El tiempo de transporte de las muestras no debe exceder los 30 minutos.(1-3,14)

• Tomar muestras sanguíneas a través del CVC (catéter venoso central) únicamente en los siguientes casos: (6)

– Paciente sin vía de acceso venoso periférico disponible
– Pacientes en tratamiento con quimioterapia y difícil acceso venoso periférico
– Pacientes con coagulopatías
– Paciente con eutermia o hipertermia(6)
– Orden médica del infectólogo.

Información al paciente

Antes del procedimiento explique claramente el objetivo del examen y el procedimiento que va a seguir.

Alistamiento de equipos

• Verificar que el equipo esté completo: mascarilla con visera o tapabocas con gafas, gorro, guantes estériles,(3) paquetes de gasa estéril,(2) jabón y solución a base de yodo o clorhexidina, blusa o bata estéril,(1) torniquete,(1) esparadrapo, jeringas de aguja fija o punta luerlock(2) de 20 mL (para adultos) y de 3-5 mL para pacientes pediátricos, pericraneal con adaptador para muestras al vacío o camisa para toma de muestras al vacío.(1) Categoría II

• Dos o tres frascos con medio de cultivo (caldo de soya y caseína TSA),(18) teniendo en cuenta lo siguiente:

1. Para hemocultivos de rutina: un frasco para cultivo anaeróbico (frasco tapa amarilla) y dos frascos para cultivo aeróbico (frasco tapa azul)
2. Para pacientes que estén recibiendo terapia antimicrobiana: un frasco para cultivo anaeróbico (frasco tapa amarilla), un frasco para cultivo aeróbico (bacterias y levaduras) (frasco tapa azul) y un frasco con resina para absorber antibióticos (frasco tapa gris).
3. Para cultivos de hongos: dos frascos para hongos (frasco tapa verde).
4. Para cultivos de micobacterias: dos frascos para micobacterias (frasco tapa blanca).

• Identificar los frascos teniendo la precaución de no marcar o colocar la cinta de identificación del paciente sobre el código de barras presente en cada frasco.

Los datos de identificación son: el nombre completo del paciente, fecha, número de historia clínica, hora de toma y número de secuencia (#1, #2, #3) Marque los frascos en la habitación del paciente.(1,2,4,18) Categoría II

Procedimiento

Preparación de la piel

• Utilizar gorro, mascarilla con visera, bata, guantes y campos estériles.(6,7,19-24) Categoría IB

• Seleccionar el sitio de venopunción para las dos tomas, venas de grueso calibre, preferiblemente la cefálica o basílica.(1,3)

• Colocar una cinta adhesiva en la tapa protectora de los frascos y levantar con la cinta, volviendo a tapar ligeramente.

• Realizar lavado de manos con yodopovidona al 10% o clorhexidina al 2% antes y después de realizar el procedimiento.(6,7,25,26) Teniendo en cuenta el protocolo institucional Categoría IA

• Limpiar la piel en el área de inserción de la aguja haciéndo un círculo de 3 a 5 cm de diámetro con jabón yodado iniciando del centro a la periferia sin devolverse, luego aplicar solución yodada en el área y dejarla actuar durante dos minutos. Categoría IA(4,7,27-30)

• Colocar el torniquete (o solicitar a la circulante ) 5 a 8 cm arriba del sitio por puncionar.(3)

Nota: cuando hay circulante en el procedimiento, ésta debe portar gorro y mascarilla.

Toma de muestra

• Colocarse los guantes estériles manteniendo la técnica aséptica.

• Insertar la aguja sin tocar o palpar el sitio de la venopunción. Utilizar sistema al vacío que consta de una camisa que se adapta al cuello del frasco del hemocultivo teniendo la precaución de mantener siempre el frasco en posición vertical con relación a las venas del paciente, para evitar que el líquido refluya a la vena. De lo contrario utilice jeringa con un pericraneal para darle extensión y posibilidad de inocular la sangre en dos botellas.(18)

• Extraer la cantidad de sangre que se menciona a continuación y distribuirla en los frascos (previa asepsia del tapón con alcohol), así: (1,2,18)

• Para hemocultivos de rutina: extraer 15 mL de sangre en el paciente adulto, introduzca 10 mL en el frasco #1 (tapa amarilla) y los 5 mL restantes en el frasco #2 (uno de los frascos tapa azul)

• Para pacientes que estén recibiendo terapia antimicrobiana: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocule 5 mL en el frasco #1 (tapa amarilla) y los 5 mL restantes en el frasco #2 (frasco tapa azul)

• Para cultivos de hongos: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocúlelo en el frasco # 1 tapa verde.

• Para cultivo de micobacterias: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocule 5 mL en el frasco #1 (frasco tapa blanca) y los 5 mL restantes en el frasco #2 (frasco tapa blanca).

• Mezclar suavemente los frascos utilizando la técnica de inversión.

• Cambiar de guantes manteniendo la técnica aséptica y repetir el mismo procedimiento con la segunda venopunción (segundo sitio identificado) y distribuir de la siguiente manera.

• Para hemocultivos de rutina: extraer 15 mL de sangre y adicionar 5 mL en el frasco #2 (tapa azul, anteriormente inoculado) completando 10 mL de volumen final y los otros 10 mL restantes inocúlelos en el frasco #3 (otro de los frascos tapa azul).

• Para pacientes que estén recibiendo terapia antimicrobiana: extraer 15 mL y adicionar 5 mL en el frasco #2 (tapa azul, anteriormente inoculado) completando 10mL de volumen final y los 10 mL restantes inocúlelos en el frasco #3 (frasco tapa gris)

• Para cultivos de hongos: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocúlelo en el frasco #2 (frasco tapa verde).

• Realice la disposición final de residuos hospitalarios y material cortopunzante teniendo en cuenta las normas de bioseguridad y el protocolo institucional.(31)

• Coloque los frascos en una bolsa para transporte de muestras (bolsa transparente),(31) séllela y enviélas rápidamente al laboratorio clínico. El tiempo no debe exceder los 30 minutos.(1-3,14).

En caso de sospecha de bacteremia secundaria al catéter venoso central (CVC) tomar tres hemocultivos a través de venas periféricas (hemocultivos de rutina). Tomar hemocultivos a través del CVC sólo en caso de que el Infectólogo lo ordene.(6,7,32-34) Categoría II

Para toma de muestras a través de catéteres centrales.(6,32,35)

• Utilizar la vía proximal en el catéter multilumen.(15,33)

Categoría IB

• Suspender las infusiones en el momento de obtener la muestra de sangre, si las condiciones clínicas del paciente lo permiten. Categoría II

• Extraer una muestra de sangre 3 a 5 mL en el paciente pediátrico y 15 – 30 mL, en el paciente adulto. Evite la contaminación de la muestra obtenida y deseche. Inocule la muestra en el frasco #3 (tapa azul), las dos muestras restantes provienen de dos muestras periféricas (20 mL de un brazo distribuidas 10 mL en el frasco #1 (frasco tapa amarilla) y los 10 mL restantes en el otro frasco tapa azul (frasco #2).

• Aspirar lentamente para evitar la hemólisis de la muestra y/o el colapso del catéter o del vaso. La presencia de burbujas en la sangre durante la aspiración indica que se está aplicando demasiada presión. Categoría II

Número y tiempo de hemocultivos (recomendación): Tres botellas de hemocultivos en un periodo de 24 horas es el indicado. Todos los requerimientos adicionales a esta recomendación se harán con la orden del médico tratante y/o del infectólogo. Los hemocultivos serán extraídos de acuerdo con las políticas de la Institución, siguiendo la recomendación de no exceder los 30 minutos entre las tomas.(17)

La toma de hemocultivos está indicada, entre otros, en:

• Sepsis, meningitis, osteomielitis, artritis, pneumonía bacteriana aguda no tratada

• Sospecha de endocarditis, bacteremia

– Aguda: realizar procedimiento de toma de hemocultivos de rutina y comenzar la terapia antimicrobiana.

– Subaguda: extraer dos muestras en un día. Si todas las muestras resultan negativas al segundo día, es necesario obtener dos muestras más

– Pacientes con endocarditis con terapia antimicrobiana:

extraer dos muestras de 10 mL en cada brazo e introducirlas en dos frascos tapa gris. Estas muestras deben ser recolectadas en cada uno de los tres días sucesivos

• Pacientes con terapia antimicrobiana

– Extraer tres muestras en las primeras 24 horas y tres muestras en las siguientes 24 horas, teniendo la precaución de recolectar las muestras inmediatamente antes de la siguiente dosis de antibiótico

• Fiebre de origen desconocido (absceso oculto, fiebre o brucelosis):

– Obtener dos muestras de 10 mL separadas inicialmente en frasco amarillo y azul. Después de 24 a 36 horas obtener dos muestras más, aun cuando el paciente esté afebril. Las muestras se inoculan de la misma manera que se mencionó para la toma de hemocultivos de rutina.

El control de calidad de los hemocultivos se realiza de la siguiente forma:

• La compañía fabricante de los medios de cultivo deben presentar periódicamente, o cuando se le solicita, los certificados de control de calidad.(4,5,17,18)

• El laboratorio de microbiología es el responsable de hacer el seguimiento a la rata de contaminación mensual de los hemocultivos. La rata de contaminación aceptable es de 1 a 3%. Su elevación debe desencadenar una investigación la cual incluye la supervisión de la toma de las muestras.(5,17, 18)

• Los frascos deben almacenarse en un lugar seco y fresco (2 a 25 OC) y fuera de la luz directa del sol.

• Se debe hacer inspección del frasco, previo a la toma de la muestra, identificando la integridad del vidrio y/o los tapones, ausencia de contaminación (turbidez excesiva), entre otros.

• No usar viales que tengan fecha de expiración.

• Esterilizar todos los frascos inoculados antes de desecharse.( 18,31)

Referencias Bibliográficas

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